Везде

ОБНБиохимия Biochemistry

  • ISSN (Print) 0320-9725
  • ISSN (Online) 3034-5294

СРАВНЕНИЕ МЕТОДИК ОЦЕНКИ КОНЦЕНТРАЦИИ ВНЕКЛЕТОЧНЫХ ВЕЗИКУЛ, ВЫДЕЛЕННЫХ ИЗ РАЗНЫХ БИОЛОГИЧЕСКИХ ЖИДКОСТЕЙ

Вы можете
Код статьи
S30345294S0320972525100056-1
DOI
10.7868/S3034529425100056
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Скрябин Г.О.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Еникеев А.Д.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Беляева А.А.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Жорданиа К.И.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Галецкий С.А.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Багров Л.В.
  • Аффилиация:
    ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
    Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова, биологический факультет
Имаралиев О.Т.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Карасев И.А.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Чевкина Е.М.
  • Аффилиация: ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России
Том/ Выпуск
Том 90 / Номер выпуска 10
Страницы
1474-1486
Аннотация
Одним из ключевых этапов в исследовании внеклеточных везикул (ВВ), включая экзосомы и микровезикулы, является количественная оценка изолированных частиц. Несмотря на наличие различных подходов, ни один из них не даёт однозначного решения данной задачи, особенно при работе с биологическими жидкостями организма, обогащёнными наночастицами невезикулярного происхождения. Более того, для ряда источников ВВ, таких как маточные аспираты и желудочный сок, количественного анализа везикул практически не проводилось. Цель исследования заключалась в проведении сравнения трёх методов количественного анализа ВВ – оценки концентрации белка в препаратах ВВ, анализа траекторий движения наночастиц (NTA) и анализа эстеразной активности с помощью коммерческого набора для подсчёта экзосом FluoroCet – в образцах ВВ, выделенных из различных биологических жидкостей: плазмы крови, асцитической жидкости, маточных аспиратов, желудочного сока (ЖС) и кондиционированной среды (КС) клеточных линий рака яичника и немелкоклеточного рака лёгкого. Результаты показали, что для ВВ, выделенных из КС опухолевых клеток, все методы продемонстрировали высокую корреляцию, что свидетельствует о валидности применения каждого из методов для определения концентрации ВВ, полученных при высоком уровне чистоты образцов. В образцах плазмы крови, асцитической жидкости и маточных аспиратов зафиксированы расхождения между методами, обусловленные присутствием невезикулярных наночастиц. В отличие от ВВ из других жидкостей организма, в образцах ВВ ЖС обнаружена выраженная корреляция между содержанием белка и активностью ацетилхолинестеразы, что указывает на минимальную контаминацию образцов ВВ ЖС невезикулярными белковыми частицами и потенциально уникальный состав ВВ этой среды. Результаты подчёркивают необходимость многофакторной оценки количества ВВ с учётом источника образца. Полученные данные могут стать основой для разработки стандартизированных протоколов количественного анализа ВВ, что особенно актуально при работе с клиническими образцами.
Ключевые слова
экзосомы внеклеточные везикулы концентрация везикул NTA FluoroCet
Дата публикации
01.10.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
12

Библиография

  1. 1. Kalluri, R., and LeBleu, V. S. (2020) The biology, function, and biomedical applications of exosomes, Science, 367, eaau6977, https://doi.org/10.1126/science.aau6977.
  2. 2. Hu, C., Jiang, W., Lv, M., Fan, S., Lu, Y., Wu, Q., and Pi, J. (2022) Potentiality of exosomal proteins as novel cancer biomarkers for liquid biopsy, Front. Immunol., 13, 792046, https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.792046.
  3. 3. Han, Q.-F., Li, W.-J., Hu, K.-S., Gao, J., Zhai, W.-L., Yang, J.-H., and Zhang, S.-J. (2022) Exosome biogenesis: machinery, regulation, and therapeutic implications in cancer, Mol. Cancer, 21, 207, https://doi.org/10.1186/s12943-022-01671-0.
  4. 4. Welsh, J. A., Goberdhan, D. C. I., O'Driscoll, L., Buzas, E. I., Blenkiron, C., Bussolati, B., Cai, H., Di Vizio, D., Driedonks, T. A. P., and Erdbrugger, U. (2024) Minimal information for studies of extracellular vesicles (MISEY2023): from basic to advanced approaches, J. Extracell. Vesicle, 13, e12404, https://doi.org/10.1002/jev2.12404.
  5. 5. Vogel, R., Coumans, F. A. W., Maltesen, R.G., Böing, A. N., Bonnington, K. E., Broekman, M.L., Broom, M. F., Buzas, E. I., Christiansen, G., Haiji, N., Kristensen, S. R., Kuehn, M. J., Lund, S. M., Maas, S. L., Nieuwland, R., Ostelkoetxea, X., Schnoor, R., Scicluna, B. J., Shambrook, M., de Vrij, J., and Pedersen, S. (2016) A standardized method to determine the concentration of extracellular vesicles using tunable resistive pulse sensing, J. Extracell. Vesicles, 5, 31242, https://doi.org/10.3402/jev.v5.31242.
  6. 6. Hartjes, T. A., Mytnyk, S., Jenster, G. W., van Steijn, V., and van Royen, M. E. (2019) Extracellular vesicle quantification and characterization: common methods and emerging approaches, Bioengineering, 6, 7, https://doi.org/10.3390/bioengineering6010007.
  7. 7. Jeppesen, D. K., Zhang, Q., Franklin, J. L., and Coffey, R. J. (2023) Extracellular vesicles and nanoparticles: emerging complexities, Trends Cell Biol., 33, 667-681, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2023.01.002.
  8. 8. Willms, E., Cabafias, C., Mäger, I., Wood, M. J., and Vader, P. (2018) Extracellular vesicle heterogeneity: subpopulations, isolation techniques, and diverse functions in cancer progression, Front. Immunol., 9, 738, https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.00738.
  9. 9. Brennan, K., Martin, K., FitzGerald, S. P., O'Sullivan, J., Wu, Y., Blanco, A., Richardson, C., and Mc Gee, M. M. (2020) A comparison of methods for the isolation and separation of extracellular vesicles from protein and lipid particles in human serum, Sci. Rep., 10, 1039, https://doi.org/10.1038/s41598-020-57497-7.
  10. 10. Xu, R., Rai, A., Chen, M., Suwakulsiri, W., Greening, D. W., and Simpson, R. J. (2018) Extracellular vesicles in cancer – implications for future improvements in cancer care, Nat. Rev. Clin. Oncol., 15, 617-638, https://doi.org/10.1038/s41571-018-0036-9.
  11. 11. Comfort, N., Cai, K., Bloomquist, T. R., Strait, M. D., Ferrante, A. W. Jr, and Baccarelli, A.A. (2021) Nanoparticle tracking analysis for the quantification and size determination of extracellular vesicles, J. Vis. Exp., 169, e62447, https://doi.org/10.3791/62447.
  12. 12. Maas, S. L. N., Breakefield, X. O., and Weaver, A. M. (2017) Extracellular vesicles: unique intercellular delivery vehicles, Trends Cell Biol., 3, 172-188, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2016.11.003.
  13. 13. Tian, Y., Ma, L., Gong, M., Su, G., Zhu, S., Zhang, W., Wang, S., Li, Z., Chen, C., Li, L., Wu, L., and Yan, X. (2018) Protein profiling and sizing of extracellular vesicles from colorectal cancer patients via flow cytometry, ACS Nano, 12, 671-680, https://doi.org/10.1021/acsnano.7b07782.
  14. 14. Skryabin, G. O., Beliaeva, A. A., Enikeev, A. D., Bagrov, D. V., Keremet, A. M., Komelkov, A. V., Elkin, D. S., Sylantieva, D. M., and Tchevkina, E. M. (2024) Analysis of miRNAs miR-125a-Sp, -27a-Sp, -193a-Sp, -135b-Sp, -451a, -495-Sp and -136-Sp in parental ovarian cancer cells and secreted extracellular vesicles, Adv. Mol. Oncol., 11, 113-123, https://doi.org/10.17650/2313-805X-2024-11-1-113-123.
  15. 15. Skryabin, G. O., Komelkov, A. V., Zhordania, K. I., Bagrov, D. V., Enikeev, A. D., Galetsky, S.A., Beliaeva, A. A., Kopnin, P. B., Moiseenko, A. V., Senkovenko, A. M., and Tchevkina E. M. (2024) Integrated miRNA profiling of extracellular vesicles from uterine aspirates, malignant ascites and primary-cultured ascites cells for ovarian cancer screening, Pharmaceautics, 16, 902, https://doi.org/10.3390/pharmaceutics16070902.
  16. 16. Skryabin, G. O., Vinokurova, S. V., Galetsky, S. A., Elkin, D. S., Senkovenko, A. M., Denisova, D. A., Komelkov, A. V., Stillid, I. S., Peregorodiev, I. N., Malikhova, O. A., Imaraliev, O. T., Enikeev, A. D., and Tchevkina, E. M. (2022) Isolation and characterization of extracellular vesicles from gastric juice, Cancers (Basel), 14, 3314, https://doi.org/10.3390/cancers14143314.
  17. 17. Thery, C., Amigorena, S., Raposo, G., and Clayton, A. (2006) Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids, Curr. Protoc. Cell Biol., 30, 3.22.1-3.22.29, https://doi.org/10.1002/0471143030.cb0322830.
  18. 18. Skryabin, G. O., Komelkov, A. V., Galetsky, S. A., Bagrov, D. V., Evtushenko, E. G., Nikishin, I. I., Zhordania, K. I., Savelyeva, E. E., Akselrod, M. E., Paianidi, I. G., and Tchevkina E. M. (2021) Stomatin is highly expressed in exosomes of different origin and is a promising candidate as an exosomal marker, J. Cell Biochem., 122, 100-115, https://doi.org/10.1002/jcb.29834.
  19. 19. Beauregard, G., and Roufogalis, B. D. (1979) Characterization of lipid-protein interactions in acetylcholinesterase lipoprotein extracted from bovine erythrocytes, Biochem. J., 179, 109-117, https://doi.org/10.1042/bj1790109.
  20. 20. Escudero-Cernuda, S., Eiro, N., Fraile, M., Vizoso, F. J., Fernández-Colomer, B., and Fernández-Sánchez, M. L. (2025) Limitations and challenges in the characterization of extracellular vesicles from stem cells and serum, Mikrochim. Acta, 192, 311, https://doi.org/10.1007/s00604-025-07147-4.
  21. 21. Tkach, M., and Thery, C. (2016) Communication by extracellular vesicles: where we are and where we need to go, Cell, 164, 1226-1232, https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.01.043.
  22. 22. Liao, Z., Jaular, L. M., Soueidi, E., Jouve, M., Muth, D. C., Schøyen, T. H., Seale, T., Haughey, N. J., Ostrowski, M., Thery, C., and Witwer, K. W. (2019) Acetylcholinesterase is not a generic marker of extracellular vesicles, J. Extracell. Vesicles, 8, 1628592, https://doi.org/10.1080/20013078.2019.1628592.
  23. 23. Grigor'eva, A. E., Dyrkheeva, N. S., Bryzgunova, O. E., Tamkovich, S. N., Chelobanov, B. P., and Ryabchikova, E. I. (2017) Contamination of exosome preparations, isolated from biological fluids, Biomed. Khim., 63, 91-96, https://doi.org/10.18097/PBMC20176301991.
  24. 24. Skryabin, G., Enikeev, A., Beliaeva, A., Galetsky, S., Bagrov, D., Moiseenko, A., Vnukova, A., Imaraliev, O., Karasev, I., and Tchevkina, E. (2025) Distinctive features of extracellular vesicles present in the gastric juice of patients with gastric cancer and healthy subjects, Int. J. Mol. Sci., 26, 5857, https://doi.org/10.3390/ijms26125857.
  25. 25. Webber, J., and Clayton, A. (2013) How pure are your vesicles? J. Extracell. Vesicles, 2, 19861, https://doi.org/10.3402/jew.v20i.19861.
  26. 26. Nelson, B. C., Maragh, S., Ghiran, I. C., Jones, J. C., DeRose, P. C., Elsheikh, E., Vreeland, W. N., and Wang, L. (2020) Measurement and standardization challenges for extracellular vesicle therapeutic delivery vectors, Nanomedicine (Lond), 15, 2149-2170, https://doi.org/10.2217/nnm-2020-0206.
  27. 27. Erdbrügger, U., and Lannigan, J. (2016) Analytical challenges of extracellular vesicle detection: a comparison of different techniques, Cytometry A, 89, 123-134, https://doi.org/10.1002/cyto.a.22795.
  28. 28. Zhou, E., Li, Y., Wu, F., Guo, M., Xu, J., Wang, S., et al. (2021) Circulating extracellular vesicles are effective biomarkers for predicting response to cancer therapy, eBioMedicine, 67, 103365, https://doi.org/10.1016/j.ebiom.2021.103365.
  29. 29. Pink, R.C., Beaman, E.-M., Samuel, P., Brooks, S.A., and Carter, D.R.F. (2022) Utilising extracellular vesicles for early cancer diagnostics: benefits, challenges and recommendations for the future, Br. J. Cancer, 126, 323-330, https://doi.org/10.1038/s41416-021-01668-4.
  30. 30. Stevic, I., Buescher, G., and Ricklefs, F. L. (2020) Monitoring therapy efficiency in cancer through extracellular vesicles, Cells, 9, 130, https://doi.org/10.3390/cells9010130.
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека