- Код статьи
- S30345294S0320972525090057-1
- DOI
- 10.7868/S3034529425090057
- Тип публикации
- Статья
- Статус публикации
- Опубликовано
- Авторы
- Том/ Выпуск
- Том 90 / Номер выпуска 9
- Страницы
- 1325-1337
- Аннотация
- Митохондриальная трансляция – это высокоспециализированный процесс биосинтеза закодированных в митохондриальном геноме белков, в основном – компонентов системы окислительного фосфорилирования, включающий четыре ключевые стадии: инициацию, элонгацию, терминацию и рециклинг митохондриальных рибосом. Каждая из этих стадий регулируется специфическим набором факторов трансляции, большинство из которых кодируются ядерным геномом и импортируются в митохондрии. Терминация митохондриальной трансляции у осуществляется при участии ядерно-кодируемого фактора высвобождения MRF1, который критически важен для обеспечения точности синтеза белков внутри органеллы. Данный фактор осуществляет распознавание стоп-кодонов и катализирует высвобождение завершённой полипептидной цепи из рибосомы. Помимо своей основной функции, MRF1 также принимает участие в процессах, связанных с поддержанием стабильности митохондриального генома. Целью настоящего исследования являлась оценка способности человеческих гомологов – hMTRF1, hMTRF1A, а также факторов спасения миторибосом hMTRFR и hMRPL58 – компенсировать отсутствие дрожжевого митохондриального фактора терминации трансляции MRF1 в клетках . Полученные результаты свидетельствуют о том, что человеческие ортологи дрожжевого MRF1 (hMTRF1 и hMTRF1A) способны участвовать в поддержании целостности митохондриального генома дрожжей, однако не обеспечивают полноценной функциональной замены MRF1, в частности, не восстанавливают способность к дыханию у мутантных штаммов дрожжей.
- Ключевые слова
- пекарские дрожжи митохондрии трансляция биосинтез белка терминация митохондриальная ДНК гуманизация
- Дата публикации
- 20.03.2026
- Год выхода
- 2026
- Всего подписок
- 0
- Всего просмотров
- 26
Библиография
- 1. Wang, F., Zhang, D., Zhang, D., Li, P., and Gao, Y. (2021) Mitochondrial protein translation: emerging roles and clinical significance in disease, Front. Cell Dev. Biol., 9, 675475, https://doi.org/10.3389/fcell.2021.675465.
- 2. Kummer, E., and Ban, N. (2021) Mechanisms and regulation of protein synthesis in mitochondria, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 22, 307-325, https://doi.org/10.1038/s41580-021-00332-2.
- 3. Pel, H. J., Maat, C., Rep, M., and Grivell, L. A. (1992) The yeast nuclear gene MRF1 encodes a mitochondrial peptide chain release factor and cures several mitochondrial RNA splicing defects, Nucleic Acids Res., 20, 6339-6346, https://doi.org/10.1093/nar/20.23.6339.
- 4. Towpik, J., Chacinska, A., Ciesla, M., Ginalski, K., and Boguta, M. (2004) Mutations in the yeast mrf1 gene encoding mitochondrial release factor inhibit translation on mitochondrial ribosomes, J. Biol. Chem., 279, 14096-14103, https://doi.org/10.1074/jbc.M312856200.
- 5. Krüger, A., Kovalchuk, D., Shiriaev, D., and Rorbach, J. (2024) Decoding the enigma: translation termination in human mitochondria, Hum. Mol. Genet., 33, R42-R46, https://doi.org/10.1093/hmg/ddae032.
- 6. Merz, S., and Westermann, B. (2009) Genome-wide deletion mutant analysis reveals genes required for respiratory growth, mitochondrial genome maintenance and mitochondrial protein synthesis in Saccharomyces cerevisiae, Genome Biol., 10, R95, https://doi.org/10.1186/gb-2009-10-9-r95.
- 7. Laurent, J. M., Garge, R. K., Teufel, A. I., Wilke, C. O., Kachroo, A. H., and Marcotte, E. M. (2020) Humanization of yeast genes with multiple human orthologs reveals functional divergence between paralogs, PLoS Biol., 18, e3000627, https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3000627.
- 8. Hamza, A., Driessen, M. R., Tammpere, E., O’Neil, N. J., and Hieter, P. (2020) Cross-species complementation of nonessential yeast genes establishes platforms for testing inhibitors of human proteins, Genetics, 214, 735-747, https://doi.org/10.1534/genetics.119.302971.
- 9. Qian, Y., Kachroo, A. H., Yellman, C. M., Marcotte, E. M., and Johnson, K. A. (2014) Yeast cells expressing the human mitochondrial DNA polymerase reveal correlations between polymerase fidelity and human disease progression, J. Biol. Chem., 289, 5970-5985, https://doi.org/10.1074/jbc.M113.526418.
- 10. Parisi, M. A., Xu, B., and Clayton, D. A. (1993) A human mitochondrial transcriptional activator can functionally replace a yeast mitochondrial HMG-box protein both in vivo and in vitro, Mol. Cell Biol., 13, 1951-1961, https://doi.org/10.1128/mcb.13.3.1951-1961.1993.
- 11. Derbikova, K., Kuzmenko, A., Levitskii, S., Klimontova, M., Chicherin, I., Baleva, M. V., Krasheninnikov, I. A., and Kamenski, P. (2018) Biological and evolutionary significance of terminal extensions of mitochondrial translation initiation factor, Int. J. Mol. Sci., 19, 3861, https://doi.org/10.3390/ijms19123861.
- 12. Costanzo, M. C., and Fox, T. D. (1988) Specific translational activation by nuclear gene products occurs in the 5' untranslated leader of a yeast mitochondrial mRNA, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 85, 2677-2681, https://doi.org/10.1073/pnas.85.8.2677.
- 13. Lasserre, J. P., Dautant, A., Aiyar, R. S., Kucharczyk, R., Glatigny, A., Tribouillard-Tanvier, D., Rytka, J., Blondel, M., Skoczen, N., Reynier, P., Pitayu, L., Rotig, A., Delahodde, A., Steinmetz, L. M., Dujardin, G., Procaccio, V., and di Rago, J. P. (2015) Yeast as a system for modeling mitochondrial disease mechanisms and discovering therapies, Dis. Models Mech., 8, 509-526, https://doi.org/10.1242/dmm.020438.
- 14. Dirick, L., Bendris, W., Loubiere, V., Gostan, T., Gueydon, E., and Schwob, E. (2014) Metabolic and environmental conditions determine nuclear genomic instability in budding yeast lacking mitochondrial DNA, G3 (Bethesda), 4, 411-423, https://doi.org/10.1534/g3.113.010108.
- 15. Garcia, E. J., Jonge, J. J., Liao, P., Stivison, E., Sing, C. N., Higuchi-Sanabria, R., Boldogh, I. R., and Pon, L. A. (2019) Reciprocal interactions between mtDNA and lifespan control in budding yeast, Mol. Biol. Cell, 30, 2943-2952, https://doi.org/10.1091/mbc.E18-06-0356.
- 16. Sherman, F. (2002) Getting started with yeast, Methods Enzymol., 350, 3-41, https://doi.org/10.1016/s0076-6879 (02)50954-x.
- 17. Knop, M., Siegers, K., Pereira, G., Zachariae, W., Winsor, B., Nasmyth, K., and Schiebel, E. (1999) Epitope tagging of yeast genes using a PCR-based strategy: more tags and improved practical routines, Yeast, 15, 963-972, https://doi.org/10.1002/ (SICI)1097-0061(199907)15:10B3.0.CO;2-W.
- 18. Hentges, P., Van Driessche, B., Tafforeau, L., Vandenhaute, J., and Carr, A. M. (2005) Three novel antibiotic marker cassettes for gene disruption and marker switching in Schizosaccharomyces pombe, Yeast, 22, 1013-1019, https://doi.org/10.1002/yea.1291.
- 19. Gietz, R. D., and Schiestl, R. H. (2007) High-efficiency yeast transformation using the LiAc/SS carrier DNA/PEG method, Nat. Protoc., 2, 31-34, https://doi.org/10.1038/nprot.2007.13.
- 20. Glick, B. S., and Pon, L. A. (1995) Isolation of highly purified mitochondria from Saccharomyces cerevisiae, Methods Enzymol., 260, 213-223, https://doi.org/10.1016/0076-6879 (95)60139-2.
